约翰逊不动杆菌（Acinetobacter johnsonii）

物种名：约翰逊不动杆菌

拉丁学名：Acinetobacter johnsonii

分类学地位： 细菌界Bacteria；假单胞菌门Pseudomonadota；

γ-变形菌纲Gamma-proteobacteria；莫拉氏菌目Moraxellales；

莫拉氏菌科Moraxellaceae；不动杆菌属Acinetobacter

约翰逊不动杆菌（Acinetobacter johnsonii）是一种属于不动杆菌属的革兰氏阴性杆菌。这种细菌广泛存在于自然界和医院环境中，尤其是在医院环境中经常作为机会性病原体引起感染。

1.1生物学特性

1.1.1培养特征

约翰逊不动杆菌在适宜的培养条件下，如35-37℃、pH 7.0-7.5的环境中，能够在多种培养基上生长。在琼脂平板上，该菌形成的菌落通常较小，圆形，边缘整齐，表面光滑且湿润（图1）^[1]。

图1 约翰不动杆菌在琼脂平板上的菌落形态^[1]

1.1.2形态学特征

在光学显微镜下，约翰逊不动杆菌呈现散在排列，无芽孢，呈现为短杆状，革兰氏阴性（图2）。

图2 约翰不动杆菌革兰氏染色^[1]

在SEM电镜下观察，约翰逊不动杆菌呈杆状，直或稍弯，无芽孢、无荚膜，通常不具有鞭毛，因此不运动（图3）。

图3 约翰不动杆菌AC15电镜图像^[2]

1.1.3生化特征

约翰逊不动杆菌能够发酵多种糖类，产生酸但不产生气体。此外，该菌还具有多种酶类，如尿素酶、氧化酶等。值得注意的是，约翰逊不动杆菌对多种抗生素具有耐药性。

1.1.4分子生物学特征

（1）毒力因子

约翰逊不动杆菌能够产生多种毒力因子：外膜蛋白Outer membrane protein A（OmpA）^{[3, 4]}、脂多糖 Lipopolysaccharide（LPS）^{[5, 6]}、外膜囊泡Outer membrane vesicle（OMVs）^[7]、荚膜多糖^[8]、磷脂酶Phospholipase（PLC and PLD）^[9]、青霉素结合蛋白Penicillin-binding protein（PBPs）、铁摄取系统^{[10, 11]}。

（2）耐药机制

约翰逊不动杆菌对多种抗生素的耐药性是其重要的生物学特征之一。该菌能够通过多种机制获得耐药性，如产生抗生素灭活酶、改变抗生素作用靶点、降低抗生素通透性等。

1.2分布、传播与致病性

1.2.1分布与传播

约翰逊不动杆菌在自然环境中广泛分布，特别是在水体和土壤中。这种细菌具有很强的粘附力，容易在潮湿的环境中生存，例如在浴盆、肥皂盒等处都能找到它的踪迹。此外，约翰逊不动杆菌也存在于健康人的皮肤上，大约占皮肤微生物群的25%。同时，它还能在咽部、结膜、唾液、胃肠道及阴道分泌物中找到。这意味着人体自身可以成为该菌的储存库，从而成为潜在的感染源。

感染约翰逊不动杆菌的来源可以是患者自身（内源性感染），也可以是其他不动杆菌感染者或带菌者。特别是双手带菌的医务人员，在接触患者时可能成为重要的传播媒介。由于约翰逊不动杆菌在环境中的广泛存在和强粘附性，它很容易通过接触传播。例如，患者可能通过与被污染的医疗器械、床单、衣物等物品的接触而感染。在医院环境中，尤其是在通风不良的区域，约翰逊不动杆菌有可能通过空气传播。特别是在进行某些医疗操作时，如吸痰、雾化等，可能产生含有该菌的气溶胶，从而增加感染风险。

1.2.2致病性

约翰逊不动杆菌的致病性与其毒力因子、感染途径以及宿主的免疫状态等因素密切相关。以下是对约翰逊不动杆菌致病性的详细介绍：

（1）约翰逊不动杆菌能够产生多种毒力因子，这些毒力因子有助于细菌黏附、营养获取和宿主免疫逃逸。这些毒力因子包括但不限于外膜蛋白、脂多糖、胞外酶等。这些物质能够与宿主细胞受体结合，促进细菌在宿主细胞内的存活和复制，进而引发感染。

（2）约翰逊不动杆菌的感染途径主要包括接触传播和空气传播。在医院环境中，由于医疗器械、床单、衣物等物品的污染，以及空气流通不良，该菌容易通过接触和空气传播给易感人群。此外，约翰逊不动杆菌还可以通过侵入性医疗操作，如吸痰、雾化等，产生含有该菌的气溶胶，从而增加感染风险。

（3）宿主的免疫状态对约翰逊不动杆菌的致病性有重要影响。老年人、早产儿和新生儿、手术创伤患者、严重烧伤患者、气管切开或插管患者、使用人工呼吸机患者、行静脉导管和腹膜透析患者，以及广谱抗菌药物或免疫抑制剂应用者等都是该菌的易感人群。这些人群的免疫功能较弱，无法有效清除体内的约翰逊不动杆菌，从而导致感染的发生。

（4）约翰逊不动杆菌可引起多种感染，如呼吸道感染、伤口感染、泌尿道感染等。感染症状因感染部位和个体差异而异，但通常包括发热、咳嗽、呼吸困难、伤口红肿、疼痛、尿液浑浊等。严重感染可能导致脓毒症、休克甚至死亡。

1.3检测方法

（1）传统分离培养与生化鉴定

约翰逊不动杆菌（Acinetobacter johnsonii）的常规检测依赖于从临床标本（如血液、痰液、导尿管）或环境水样中进行细菌分离培养。将其接种于血琼脂平板或麦康凯琼脂（MacConkey agar）上，在35-37℃下需氧培养18-24小时。在血平板上，该菌形成圆形、边缘整齐、灰白色、不溶血的菌落；在麦康凯平板上，因其不发酵乳糖，通常表现为无色或淡粉色的半透明菌落^{[1, 12]}。

显微镜下，该菌为革兰氏阴性短杆菌或球杆菌，常成对排列。维基百科及传统微生物学指南指出，约翰逊不动杆菌的典型生化特征为：氧化酶阴性、触酶（过氧化氢酶）阳性、无动力、严格需氧。在与同属高致病性的鲍曼不动杆菌（Acinetobacter baumannii）进行鉴别时，约翰逊不动杆菌不能在44℃下生长，且通常不从葡萄糖等糖类产酸，这些特性可作为重要的生化鉴别指标^{[1, 13]}。

（2）质谱与自动化生化鉴定

由于不动杆菌属内各物种表型极为相似，传统生化反应极易出现误判。目前临床及环境监测实验室常规推荐使用基质辅助激光解吸电离飞行时间质谱（MALDI-TOF MS）或VITEK2自动化鉴定系统，通过比对蛋白质指纹图谱或微量生化反应库，实现对约翰逊不动杆菌的快速、精准鉴定^[12]。

（3）定量荧光PCR（qPCR）方法

为了在环境水体、医疗污水或临床样本中快速、特异性地检测约翰逊不动杆菌，分子生物学方法是最可靠的手段。研究表明，约翰逊不动杆菌染色体中天然携带一种特异性的内源性D类β-内酰胺酶基因—blaOXA-211及其变体，该基因序列在其他不动杆菌中不存在，是极其理想的分子检测靶标^[14]。

以下为基于SYBR Green染料法的特异性qPCR检测方案：

适用样本：环境水样的滤膜富集核酸提取物、医院物体表面拭子洗脱液或血液标本纯化DNA。

扩增靶标：约翰逊不动杆菌种特异性内源基因（blaOXA-211）。

引物序列^[14]：

上游引物（OXA-211-F）：5′-TGGTCGTCATGGTGCTGTAT-3′

下游引物（OXA-211-R）：5′-CAGCCCAACATACGCTACAA-3′

反应体系（20 μL示例）：2×SYBR Green qPCR Master Mix 10 μL，上下游引物（10 μM）各0.4 μL，纯化提取的核酸模板2 μL，剩余体积使用无核酸酶水补足至20 μL。

反应程序：95℃预变性5分钟（激活聚合酶）；随后进入40个循环的扩增（95℃变性15秒，60℃退火30秒，72℃延伸30秒，在退火/延伸阶段采集荧光信号）。

结果判定：扩增反应结束后进行熔解曲线（Melting Curve）分析。若扩增曲线呈现典型的S型，且熔解曲线在82℃左右出现单一致密的特异性熔解峰，结合阴阳性对照成立，即可判定样本中存在约翰逊不动杆菌。

1.4典型案例

据《Clinical Infectious Diseases》及多篇院感控制文献报道，不动杆菌属细菌（包含约翰逊不动杆菌）是典型的“嗜水性”医院机会致病菌。在欧洲某大型教学医院的ICU内，曾发生过多名留置中心静脉导管的免疫力低下患者相继感染约翰逊不动杆菌并引发败血症的事件。经流行病学溯源与基因测序证实，患者血液中分离出的菌株与该ICU病房洗手池下水管道及U型存水弯中分离出的菌株高度同源^[15]。该事件的核心在于水环境构成了病原菌的“环境储库（Environmental reservoir）”。约翰逊不动杆菌广泛存在于自然界的淡水和土壤中，市政自来水中也可能含有微量该菌。当含菌水流经医院ICU的洗手池时，细菌由于自身极强的黏附特性，附着于PVC水管内壁，并在营养物质（如洗手液残液、患者污物）的滋养下形成厚实的生物膜（Biofilm）。在生物膜的保护下，细菌对常规含氯消毒剂具有极强的抵抗力。

当医护人员打开水龙头洗手或倾倒废液时，水流冲击存水弯产生的含菌气溶胶和飞沫会喷溅至距离洗手池极近的医疗操作台、无菌导管包装及医护人员的白大衣上。带有细菌的医疗器械或医护人员双手在为患者进行中心静脉穿刺或输液时，突破了患者的皮肤屏障，将细菌直接接种于静脉导管内，最终导致严重的血流感染^[15]。

1.5防治对策

（1）环境卫生管理：保持医院环境的清洁和卫生是预防约翰逊不动杆菌感染的关键。定期清洁和消毒医疗器械、病房、手术室等场所，确保环境表面的无菌状态。同时，加强通风换气，保持空气流通，减少细菌在空气中的传播。

（2）手部卫生：医务人员的手部卫生是防止病原菌传播的重要措施。医务人员应遵守手部卫生规范，勤洗手、使用手消毒剂，特别是在接触患者前后、进行医疗操作前等关键时刻。

（3）患者隔离与保护：对于免疫系统较弱的患者，尤其是易感人群，应采取隔离措施，减少与外界的接触。同时，加强患者的营养支持、提高免疫力等措施，有助于降低感染风险。

参考文献

[1] Wikipedia. https://en.wikipedia.org/wiki/Acinetobacter_johnsonii.

[2] 唐明凤. 纳米聚苯乙烯影响不动杆菌毒力研究. 重庆: 重庆三峡学院, 2023.

[3] Choi CH, Hyun SH, Lee JY et al. Outer membrane protein 38 of Acinetobacter baumannii localizes to the mitochondria and induces apoptosis of epithelial cells. Cellular Microbiology, 2005, 7: 1127-1138.

[4] Choi CH, Hyun SH, Lee JY et al. Acinetobacter baumannii outer membrane protein A targets the nucleus and induces cytotoxicity. Cellular Microbiology, 2008, 10: 309-319.

[5] Knapp S, van der Poll T, Wieland CW et al. Differential roles of CD14 and Toll-like receptors 4 and 2 in murine Acinetobacter pneumonia. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine, 2006, 173: 122-129.

[6] Erridge C, Moncayo-Nieto OL, Morgan R et al. Acinetobacter baumannii lipopolysaccharides are potent stimulators of human monocyte activation via Toll-like receptor 4 signalling. Journal of Medical Microbiology, 2007, 56: 165-171.

[7] Ellis TN, Kuehn MJ. Virulence and immunomodulatory roles of bacterial outer membrane vesicles. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2010, 74: 81-94.

[8] Russo TA, Luke NR, Beanan JM et al. The K1 capsular polysaccharide of Acinetobacter baumannii strain 307-0294 is a major virulence factor. Infection and Immunity, 2010, 78: 3993-4000.

[9] Tomaras AP, Dorsey CW, Edelmann RE et al. Attachment to and biofilm formation on abiotic surfaces by Acinetobacter baumannii: involvement of a novel chaperone-usher pili assembly system. Microbiology, 2003, 149: 3473-3484.

[10] Mihara K, Tanabe T, Yamakawa Y et al. Identification and transcriptional organization of a gene cluster involved in biosynthesis and transport of acinetobactin, a siderophore produced by Acinetobacter baumannii ATCC 19606T. Microbiology, 2004, 150: 2587-2597.

[11] Daniel LZ, William FP, Jennifer AG et al. Iron acquisition functions expressed by the human pathogen Acinetobacter baumannii. BioMetals, 2009, 22: 23-32.

[12] 中华人民共和国国家卫生健康委员会. 现场消毒评价标准(WS/T 807-2022). 2022.

[13] Gillespie S, Hawkey P. Principles and Practice of Clinical Bacteriology. Springer, 2006.

[14] Figueiredo S, Poirel L, Seifert H et al. Characterization of the naturally occurring blaOXA-211 gene in Acinetobacter johnsonii. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 2011, 66: 744-748.

[15] Seifert H, Strate A, Pulverer G. Nosocomial bacteremia due to Acinetobacter baumannii. Clinical Infectious Diseases, 1995, 20: 1531-1541.