胎儿弯曲菌（Campylobacter fetus）
物种名：胎儿弯曲菌
拉丁学名：Campylobacter fetus
分类学地位：细菌界Bacteria；假单胞菌门Pseudomonadota；
ε-变形菌纲Epsilonproteobacteria；弯曲菌目Campylobacterales；
弯曲菌科Campylobacteraceae；弯曲菌属Campylobacter；
胎儿弯曲菌（Campylobacter fetus）属于弯曲菌属的成员，包括胎儿弯曲菌胎儿亚种（C .fetus subsp. fetus）和性病亚种（C. fetus subsp. venerealis）。自McFadyean等（1913）从流产绵羊的阴道分泌物中分离到弧菌样微生物以来，国内外研究者对胎儿弯曲菌进行了大量研究，发现胎儿弯曲菌呈世界性分布，是危害人和动物健康的重要病原微生物之一[1]。
1.1生物学特性
1.1.1培养特征
胎儿弯曲菌又称胎儿弧菌，是一种革兰氏阴性，一端或两端鞭毛，不形成芽孢或荚膜，“S”状或螺旋状的小弯曲菌，但在老龄培养物中可呈球形或螺旋状长丝（由多个S形菌体形成的链）[2]。本菌微需氧，最佳微需氧条件是5% O2，10% CO2和85% N2的混和气体环境。在严格厌氧条件下，微弱生长或不生长。最适宜生长温度是37℃，25℃生长，42℃一般不生长。最适宜pH 7.0，营养要求高，培养常用血培养基或布氏培养基。分离培养时，可用含菌肽（2 ug/ml）和新生霉素（2 ug/ml）等抗生素的绵羊和牛血琼脂或布氏琼脂[3]。
胎儿弯曲菌初次分离在琼脂培养基上可生成光滑型、雕花玻璃型、粗糙型及粘液型菌落。最常见的是光滑型，为圆形、直径0.5 mm、微隆起、光滑、无色而略呈半透明的小菌落；雕花玻璃型菌落直径1 mm、圆形、隆起、半透明并具有折光面的颗粒；粗糙型菌落很少见，除具有颗粒和更不透明外，与光滑型菌落相似；粘液型菌落相似于光滑型和雕花玻璃型菌落，但有粘性[3]。有时初次分离的菌落成薄膜状融合生长，半透明、浅灰色或黄褐色。在血琼脂上菌落不溶血，圆形、直径1 mm、光滑、隆起、中凸和浅灰色[4]。在肉汤中呈轻度均匀浑浊。在 麦康凯琼脂上生长微弱。
胎儿弯曲菌在包括Skirrow培养基的多种实验室培养基上进行菌落培养，将其在25℃、37℃和42℃下微需氧培养48小时。在25℃和37℃的Skirrow培养基上都检测到大量生长，但在42℃时没有检测到具有弯曲菌的典型菌落形态，详见图1。
图1 胎儿弯曲菌在各种平板上的培养结果
A：Skirrow平板[5]，B：5%羊血琼脂平板[6]，C：Butzler平板[7]
1.1.2形态学特征
胎儿弯曲菌的革兰氏染色标本的显微照片显示，存在螺旋形、革兰氏阴性的杆菌；在扫描电子显微镜（SEM）图像描绘了一组革兰氏阴性，“S”形的胎儿弯曲菌；莱夫森鞭毛染色标本的数字彩色显微照片揭示了胎儿弯曲菌鞭毛的存在；胎儿弯曲菌Hucker染色照片展示它是一种弯曲曲或螺旋形、无孢子、革兰氏阴性芽孢菌，详见图2。
图2 胎儿弯曲菌显微照片
A：胎儿弯曲菌革兰氏染色照片[8]，B：胎儿弯曲菌在扫描电镜下照片[9]
C：胎儿弯曲菌在数字彩色显微镜下鞭毛照片[10]，D：胎儿弯曲菌Hucker染色照片[6]
1.1.3生化特征
弯曲菌属生化反应不活泼。不分解糖类、不液化明胶、不分解尿素，V-P和甲基红试验均阴性。氧化酶阳性，大多数弯曲菌能还原硝酸盐、触酶试验为阳性，空肠弯曲菌马尿酸水解试验阳性[11]。
1.2分布、传播与致病性
1.2.1分布与传播
胎儿弯曲菌的主要宿主是牛和羊，它在肠道和/或生殖道定植，偶尔会引起败血症流产。它也已从家禽、马、猪和爬行动物中分离出来。人类感染很少见，主要影响免疫功能低下的患者、老年人和新生儿。表现为肠外感染，主要表现为菌血症、脑膜炎、化脓性流产、心内膜炎、蜂窝织炎和化脓性关节炎[6, 12]。
传播方式是通过食用未煮熟的动物性食物、未经巴氏消毒的乳制品或受污染的水。就发病机制而言，摄入后，发生肠道定植，很少引起腹泻，随后发生门静脉菌血症，并且根据宿主的免疫状态，可导致全身性菌血症，继发性组织播散和败血症[6]。
1.2.2致病性
胎儿弯曲菌的致病性涉及表层蛋白（S），这是一种毒力因子，可作为外包膜阻止补体C3b部分的结合和抗体的结合[6]。胎儿弯曲菌的菌体中存在多种表面蛋白和黏附素，这些蛋白能够与宿主细胞受体结合，使细菌黏附并侵入肠道上皮细胞，引起肠道感染。此外，胎儿弯曲菌还能产生内毒素和外毒素，这些毒素可引起肠道黏膜损伤和炎症反应，导致腹泻等症状的出现。
胎儿弯曲菌的致病性主要表现在引起人和动物的肠道感染以及生殖道感染。对于人类来说，胎儿弯曲菌感染通常是通过摄入被污染的食品或水，或者与感染动物的直接接触而传播的[13]。
胎儿弯曲菌感染可引起多种疾病，包括急性胃肠炎、败血症、局灶性肠外感染和围产期感染等。其中，急性胃肠炎是最常见的病症，患者通常会出现腹泻、腹痛、发热等症状。在严重情况下，胎儿弯曲菌感染可引起败血症，这通常发生在营养不良、慢性疾病、免疫缺陷等情况下，患者可能会出现高热、寒战、休克等症状。此外，胎儿弯曲菌还可引起脑膜炎、心内膜炎等局灶性肠外感染，以及流产、死产、早产等围产期感染[14, 16]。
1.3检测方法
（1）传统方法：病原分离是检测传染性疾病的常规方法，但是由于胎儿弯曲菌的生长需要严格的气体环境和生化条件，且对采集的病料有特殊要求，这给胎儿弯曲菌的分离鉴定带来很大的困难。秦贞奎等建议用无菌的10%CO2，3.5%的O2，86.5%的N2来分离和培养胎儿弯曲菌，而Smibert等建议用无菌的2.5%-5%的O2，5%-10%的CO2，85%-92.5%的N2来分离和培养胎儿弯曲菌[1]。传统的生化培养方法需要经增菌、划线分离、生化鉴定3个步骤。
（2）免疫学法：常用的是酶联免疫吸附试验法（Enzyme-Linked Immunosorbent Assay, ELISA）ELISA法是免疫诊断中的一项重要技术，现已成功地应用于多种病原微生物所引起的传染病、寄生虫病及非传染病等方面的免疫诊断。也已应用于大分子抗原和小分子抗原的定量测定，根据已经使用的结果，认为ELISA法具有灵敏、特异、简单、快速、稳定及易于自动化操作等特点[1]。
（3）分子生物学法：唐虹等人[15]研究建立基于表面蛋白基因sapB2的PCR方法用于胎儿弯曲菌检测。优化PCR反应体系与退火温度（59℃），仅扩增胎儿弯曲菌789 bp特异性片段，与空肠弯曲菌等22株参考菌无交叉反应。方法灵敏度高，纯菌DNA检出限0.23 pg/μL，污水、粪便模拟样品检出限分别为0.9 CFU/mL、20 CFU/g。临床样品检测与传统分离法结果一致，该方法简便快速，适用于环境与临床样本中胎儿弯曲菌的快速检测，该方法所用靶标及引物（探针）序列见表1。
表1 胎儿弯曲菌PCR引物序列[15]
| 引物名称 | 序列（5’→3’） |
| CFF | ACCGTCTTTGGCGTATTCGT |
| CFR | AACCCATCAACCTCACCTT |
1.4典型案例
1981年，美国一座火鸡加工厂的调查在600只火鸡盲肠样品中检出胎儿弯曲菌空肠亚种；生产运行期间，包装车间污水沟和5座废水处理沉淀池水样全部培养阳性，工厂停产后均转为阴性。屠体冷却前后的检出率分别为94%和34%。研究未报告工人感染人数，处置重点是加工区清洗消毒、控制屠宰废水外排和防止处理池水形成二次污染[17]。
1.5防治对策
（1）抗生素治疗：如果确诊胎儿弯曲菌感染，医生通常会开具抗生素处方。常用的抗生素包括大环内酯类（如红霉素）、氟喹诺酮类、氨基糖苷类等。具体的治疗方案应根据患者的年龄、病情严重程度和医生的建议来确定。
（2）对症治疗：除了抗生素治疗外，还应根据患者的症状进行对症治疗。例如，对于高热患者，可给予物理降温或解热药；对于脱水患者，可给予口服补液或静脉输液等。
（3）食品卫生：胎儿弯曲菌通常通过食物传播给人类，因此食品卫生非常重要。避免食用未经煮熟的肉类、禽类、蛋类等食品，确保食物在储存、加工和烹饪过程中保持清洁卫生。
（4）个人卫生：保持良好的个人卫生习惯，如勤洗手、避免接触动物粪便等污染物，以减少感染的机会。
（5）饲养管理：对于畜禽养殖，应加强饲养管理，提高饲料和饮水质量，定期清洁和消毒畜禽舍，减少胎儿弯曲菌的传播。
（6）疫苗接种：对于易感染胎儿弯曲菌的动物，可以考虑接种疫苗来预防感染。然而，目前尚无针对人类的胎儿弯曲菌感染的疫苗。
参考文献
[1] 赵海玲. 胎儿弯杆菌表面蛋白SapA间接ELISA检测方法的建立及其单克隆抗体的制备. 长春: 吉林大学, 2009.
[2] VetBact. http://vetbact.slu.se/species/90.
[3] Véron M, Chatelain R. Taxonomic study of the genus Campylobacter Sebald and Véron and designation of the neotype strain for the type species, Campylobacter fetus (Smith and Taylor) Sebald and Véron. International Journal of Systematic Bacteriology, 1973, 23: 122-134.
[4] Bond JM. Characteristics of colonial forms of Vibrio fetus. American Journal of Veterinary Research, 1957, 18: 449-455.
[5] Patton CM, Mitchell SW, Potter ME et al. Comparison of selective media for primary isolation of Campylobacter fetus subsp. jejuni. Journal of Clinical Microbiology, 1981, 13: 326-330.
[6] Sprenger H, Zechner EL, Gorkiewicz G. So close and yet so far – Molecular Microbiology of Campylobacter fetus subspecies. European Journal of Microbiology and Immunology, 2012, 2: 66-75.
[7] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=3918.
[8] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=6657.
[9] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=5776.
[10] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=1036.
[11] VetBact. https://www.vetbact.org/species/91.
[12] David J, Nasser RM, Goldberg JW et al. Bilateral prosthetic knee infection by Campylobacter fetus. The Journal of Arthroplasty, 2005, 20: 401-405.
[13] Wagenaar JA, van Bergen MAP, Blaser MJ et al. Campylobacter fetus infections in humans: exposure and disease. Clinical Infectious Diseases, 2014, 58: 1579-1586.
[14] World Health Organization. Laboratory biosafety manual, fourth edition. Geneva: World Health Organization, 2020.
[15] 唐虹, 徐仲兰, 孔科 等. 胎儿弯曲菌PCR检测方法的建立及其初步应用. 中国人兽共患病学报, 2019, 35: 694-698.
[16] 李惠施, 刘笑芬, 谢超 等. 胎儿弯曲杆菌致腹膜透析相关性腹膜炎1例并文献复习. 中华肾脏病杂志, 2023, 39: 536-538.
[17] Luechtefeld NW, Wang WL. Campylobacter fetus subsp. jejuni in a turkey processing plant. Journal of Clinical Microbiology, 1981, 13: 266-268.