猪带绦虫（Taenia solium）
物种名：猪带绦虫
拉丁学名：Taenia solium
分类学地位：后生动物界Metazoa；扁形动物门Platyhelminthes；
绦虫纲Cestoda；圆叶目Cyclophyllidea；
带科Taeniidae；带属Taenia；
猪带绦虫（Taenia solium）是全球广泛分布的人兽共患寄生绦虫，可分别引起人体肠绦虫病与囊尾蚴病两类疾病，其中幼虫寄生于中枢神经系统所致的神经囊尾蚴病，是世界卫生组织认定的全球范围内最主要的可预防性癫痫诱因，给流行区的公共卫生带来沉重负担[1]。该虫完整生活史需要猪作为中间宿主、人类作为终宿主完成世代循环；人类若不慎摄入环境中污染的猪带绦虫卵，会成为该寄生虫的意外中间宿主，幼虫可在人体多组织内发育，诱发危害更严重的囊尾蚴病。
1.1生物学特性
1.1.1生活史
猪带绦虫的生活史需要在两个宿主间交替完成。人是该虫唯一的终宿主，成虫寄生于人体小肠上段，依靠头节的吸盘与小钩固着于肠黏膜表面，虫体后端的孕节会随粪便排出体外，单个孕节内可携带数万枚感染性虫卵。当作为中间宿主的猪吞食被虫卵或孕节污染的饲料、饮用水后，虫卵在猪的消化道内经消化液作用孵出六钩蚴，六钩蚴可钻入肠壁血管，随血液循环播散至全身各处组织，尤以横纹肌中最为多见，经2-3个月发育为具有感染能力的囊尾蚴，即俗称的“米猪肉”[2]。
人若生食或食用未彻底熟透的含活囊尾蚴猪肉，囊尾蚴进入人体小肠后，在胆汁的刺激下头节翻出并吸附于肠壁，依靠颈部的生发能力不断产生新节片，约2-3个月即可发育为性成熟的成虫，完成整个生活史循环。除经口摄入囊尾蚴导致肠绦虫病外，人还可通过误食被虫卵污染的食物、水源，或因肠绦虫病患者自身出现胃肠道逆蠕动，使肠道内的孕节或虫卵反流至胃内，导致虫卵在人体内孵化并引发囊尾蚴病，此时人便成为该虫的意外中间宿主[3]。
图1 猪带绦虫完整生活史示意图[4]
1.1.2形态学特征
猪带绦虫成虫整体呈乳白色、扁平带状，自然状态下体长多为2-4米，少数个体可生长至8米以上，虫体自前向后依次分为头节、颈部与链体三个部分。头节近似球形，直径约1 mm，前端突出形成顶突，其上规则排列有内外两圈角质小钩，总数约22-32个，顶突四周均匀分布4个圆形肌肉吸盘，这些结构共同构成了虫体的附着器官，其中顶突小钩是猪带绦虫区别于牛带绦虫最核心的形态学标志[5]。颈部纤细，位于头节之后，具有极强的分生能力，可持续不断地向后产生新的节片；链体由700-1000个节片组成，末端孕节子宫单侧分支7-13支，内部充盈虫卵。虫卵近球形，直径31-43 μm，外层卵壳极易脱落，内层棕黄色厚胚膜带有放射状纹理，内部包裹含三对小钩的六钩蚴，普通光学镜检无法区分猪、牛带绦虫卵。囊尾蚴为8-10 mm×5 mm卵圆形半透明囊泡，囊内充盈透明囊液，囊壁内翻形成与成虫结构一致的雏形头节，自然条件下主要寄生于猪横纹肌，腰肌、咬肌、舌肌、肋间肌为高发寄生位点[4]。
图1 猪带绦虫成虫头节显微形态
A：低倍镜完整头节[6]，B：高倍镜下顶突两圈角质小钩细节[7]
1.1.3生化特征
猪带绦虫囊尾蚴囊液抗原（A-抗原）在非变性条件下通过Disc-PAGE测定分子量约为150 kDa，在SDS-PAGE还原条件下可解离为15 kDa、10 kDa和7 kDa三个多肽亚基，其中7 kDa亚基的形成依赖二硫键的还原，表明该抗原是由二硫键连接亚基组成的寡聚蛋白。该抗原的等电点为pH 6.8，具有热稳定性，约占囊液总蛋白的70%[8]。
1.2分布、传播与致病性
1.2.1分布与传播
猪带绦虫病与囊尾蚴病呈全球性分布，拉丁美洲、撒哈拉以南非洲、东南亚及我国西南山区为高流行区域。露天排便、污水处理不完善会造成地表水、灌溉水持续污染，散养生猪、生食猪肉、不洁饮水是三大核心传播风险，水体媒介可远距离扩散虫卵，扩大流行范围[1]。传播途径分为三类：污染水源中的虫卵被猪摄入引发动物感染；生食未熟透猪肉诱发人体肠绦虫病；饮用受污染地表水、食用污水灌溉蔬菜，使人误食虫卵患上囊尾蚴病。生猪养殖户、野外务工人员、无自来水乡村居民为高危人群[2]。
1.2.2致病性
猪带绦虫致病分为成虫介导肠绦虫病、幼虫介导囊尾蚴病两类，健康损害程度差异显著。多数肠绦虫病感染者无特异性症状，仅以粪便排出白色带状孕节就诊，轻症可见上腹隐痛、消化紊乱，虫体机械磨损肠黏膜或脱落孕节堵塞管腔可诱发肠梗阻、阑尾炎等急腹症[3]。囊尾蚴病依据寄生部位分为皮下肌肉型、眼型、脑型，皮下型表现为无痛皮下结节，重度感染伴随肌肉酸痛；眼型可造成视力衰退甚至永久性失明；脑型危害最重，病灶引发占位效应与变态炎症，反复癫痫为典型临床表现，流行区约1/3获得性癫痫由本病导致[2]。
1.3检测方法
（1）加藤厚涂片法：取待检粪便样本过筛除去固体杂质，定量粪样制作甘油透明厚涂片，借助光学显微镜镜检样本内的绦虫卵。该方法可完成绦虫感染的定性初步筛查，但仅能区分带绦虫属，无法精准鉴别猪带绦虫、牛带绦虫等不同种类带绦虫，多用于绦虫病流行病学大范围初筛工作[9]。
（2）免疫学方法：猪带绦虫免疫学检测主要包含间接ELISA与免疫印迹（EITB）两类主流方法，检测靶标为宿主体内针对囊尾蚴抗原的特异性IgG抗体。以猪囊尾蚴排泄分泌抗原为核心检测抗原，间接ELISA先通过棋盘滴定确定抗原最优包被浓度，封闭酶标板后加入梯度稀释的待测血清孵育，洗涤后添加HRP标记二抗，底物显色后在492 nm波长处读取吸光值，以阴性血清临界值区分阴阳性样本，操作简单、成本低廉，适合流行区大规模人群批量筛查。免疫印迹法需先对抗原蛋白开展SDS-PAGE电泳分离，将蛋白转印至硝酸纤维素膜，经封闭、血清孵育、二抗显色流程，依据29-98 kDa区间特异性条带判定感染，该方法特异性可达98%以上，交叉反应极少，是囊尾蚴病血清确诊的金标准。两种方法联合应用可兼顾筛查效率与诊断精准度，有效减少漏诊、误诊情况[10]。
（3）分子生物学方法：Naqvi等人[11]研究建立了两种新型PCR方法用于检测环境中的牛带绦虫（Taenia saginata）和猪带绦虫（Taenia solium）虫卵，以线粒体cox1基因为靶标设计引物（表1），其中Method 1为牛带绦虫特异性PCR，Method 2为带绦虫属通用PCR。经10批不同保存时间的牛带绦虫孕节虫卵及1批猪带绦虫虫卵验证，Method 1对牛带绦虫总体灵敏度为92%，Method 2为87%，优于既往报道的3种方法（77%、87%、54%、86%）；Method 2为唯一能检出猪带绦虫虫卵的方法；特异性方面，两种方法与带绦虫近缘种（T. hydatigena、Echinococcus spp.、Hymenolepis spp.）均无交叉反应，表明Method 1适用于牛带绦虫单一流行区的环境监测，Method 2适用于两种带绦虫共流行区的筛查。
表1 PCR检测引物序列[11]
| 名称 | 序列（5′→3′） |
| Method1-F | TGGGTGCTGGTATAGGGTGG |
| Method1-R | CTAGACGCACCCGCCAAATG |
| Method2-F | TTGGTCATCCMGAGGTTTATG |
| Method2-R | GTCTTAACATCTAACCCAACCGTA |
1.4典型案例
2021年8月至2022年12月，秘鲁胡宁大区万卡约市的两个主要城区（Huancayo区和El Tambo区）的城市未经处理生活污水中，因该市缺乏集中式污水处理厂且农业活动依赖未经处理的污水灌溉，可能存在猪带绦虫（Taenia solium）虫卵污染，研究采用脱脂牛奶絮凝法浓缩水样后提取DNA，通过实时荧光定量PCR（qPCR）靶向ITS-1区域及巢式PCR扩增COX-1基因后进行Sanger测序进行检测。结果显示，70份污水样本中17%为ITS-1阳性，浓度范围为8.92×102-8.07×106基因拷贝/100 mL；其中8份COX-1 PCR阳性，4份经测序确认为猪带绦虫，与厄瓜多尔参考株（AB066491）100%同源[12]。
1.5防治对策
（1）全面管控传染源。筛查并规范治疗肠绦虫感染者，驱虫后淘洗粪便确认头节完整排出；生猪屠宰严格肉品检疫，感染囊尾蚴猪肉统一无害化销毁；流行区开展生猪血清学监测，及时处置感染猪只，切断动物传播链。
（2）全方位切断传播途径。推广规模化封闭圈养生猪，配套粪便无害化处理设施；完善城乡污水、生活废水处理工艺，去除水体中绦虫卵；集中供水区域定期开展水源虫卵监测；面向群众开展卫生科普，普及饮用水煮沸、肉类彻底烹熟、生熟厨具分开、饭前便后洗手等规范；完善农村饮用水净化基础设施，降低水环境虫卵污染风险。
（3）针对性保护易感人群。对生猪养殖、肉类加工从业者、农村常住居民定期血清学筛查，实现早发现早干预；推进猪囊尾蚴基因工程疫苗田间推广，通过生猪群体免疫从源头降低环境、水体虫卵负荷。
参考文献
[1] World Health Organization. https://www.who.int/docs/default-source/ntds/taeniasis-cysticercosis/taeniasis-and-cysticercosis.pdf.
[2] Hossain MS, Shabir S, Toye P et al. Insights into the diagnosis, vaccines, and control of Taenia solium, a zoonotic, neglected parasite. Parasites Vectors, 2023, 16: 380.
[3] Midolo P. Medical Microbiology, 4th edition. The Australian Journal of Medical Science, 2003, 24: 108.
[4] Public Health Image Library (PHIL). https://www.cdc.gov/dpdx/cysticercosis/modules/Cysticercosis_LifeCycle_19.jpg?_=66535.
[5] 陈佩惠. 人体寄生虫学 第4版. 人民卫生出版社, 2013.
[6] Public Health Image Library (PHIL). https://wwwn.cdc.gov/phil/Details.aspx?pid=14377.
[7] Wikimedia Commons. https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Taenia_solium_scolex.JPG.
[8] Kim SI, Kang SY, Cho SY et al. Biochemical properties of A-antigen purified from cystic fluid of Taenia solium metacestodes by affinity chromatography. Korean Journal of Parasitology. 1988, 26: 87-95.
[9] World Health Organization(WHO). https://iris.who.int/server/api/core/bitstreams/71fac8c4-9657-42c3-bc25-0b3d08a06d9f/content.
[10] Satyaprakash K, Khan WA, Chaudhari SP et al. Optimization of in-house indirect-ELISA and EITB assays employing cysticercus cellulosae antigens for serological detection and PCR assays for molecular detection of porcine cysticercosis. Iranian Journal of Parasitology, 2023, 18: 19-29.
[11] Naqvi SMR, Geldhof P, Van Damme I et al. Development and preliminary evaluation of two novel PCR assays for improved detection of Taenia saginata and Taenia solium eggs. Food Waterborne Parasitol, 2026, 43: e00330.
[12] Valdivia-Carrera CA, Ho-Palma AC, Gomez-Puerta LA et al. Performance of skimmed milk flocculation and real-time polymerase chain reaction for the concentration, detection, and quantification of Taenia solium in urban wastewater from an endemic region of the Peruvian Central Highlands. Science of the Total Environment, 2025, 977: 179413.