嗜麦芽窄食单胞菌（Stenotrophomonas maltophilia）
物种名：嗜麦芽窄食单胞菌
拉丁学名：Stenotrophomonas maltophilia
分类学地位：细菌界Bacteria；假单胞菌门Pseudomonadota；
γ-变形菌纲Gammaproteobacteria；黄色单胞菌目Xanthomonadales；
黄色单胞菌科Xanthomonadaceae；窄食单胞菌Stenotrophomonas
嗜麦芽窄食单胞菌属于黄单胞菌目的黄单胞菌科，该菌在1961年根据其鞭毛特征命名为嗜麦芽假单胞菌，1983年根据核酸同源性和细胞脂肪酸组成等归入黄单胞菌属，命名为嗜麦芽黄单胞菌。但由于其无黄单胞菌素，无植物病原性，能在37℃生长等，与其他黄单胞菌不同，1993年有学者提议将此菌命名为嗜麦芽窄食单胞菌，该菌是临床上较常见的条件致病菌。
1.1生物学特性
1.1.1培养特征
最适生长温度35℃，4℃不生长，42℃近半数生长。在血琼脂平板上35℃培养18-24 h，形成圆形、光滑、湿润、浅黄色的菌落，产生刺激的氨味，48 h培养菌落增大呈黄色，如图1。在麦康凯琼脂平板上形成淡黄色半透明菌落[1]嗜麦芽窄食单胞菌是一种需氧菌，但在没有氧气的情况下，它仍然可以使用硝酸盐作为末端电子受体生长[2]。在大多数血琼脂培养基上培养时，它往往会对ONPG（邻硝基苯基-B-D-半乳糖）、赖氨酸脱羧酶、DNAse、七叶苷水解和明胶酶产生阳性反应，并且可以培养[3]。在镉（Cd）存在下，它会积累半胱氨酸作为还原剂以进行螯合，并形成CdS或硫化镉以避免致命毒性[4, 5]。虽然这种与半胱氨酸的反应使嗜麦芽窄食单胞菌暴露于氧化应激，但它的危害远小于镉与氧和氮自由反应时产生的自由基。
图1嗜麦芽窄食单胞菌血平板培养结果[6]
1.1.2形态学特征
革兰阴性杆菌，直或弯曲杆菌，但无螺旋，单个或成对排列有1-8根极端鞭毛,有动力、无芽孢、无荚膜、菌落不溶血，有黄色素。孵育过程中，菌落中心有变透明的趋势，也称为“猫眼”现象[1]。
图2嗜麦芽窄食单胞菌革兰氏染色[7]
1.1.3生化特征
氧化酶试验阴性，分解葡萄糖、麦芽糖，不分解木糖和甘露醇，葡萄糖OF为氧化型（缓慢），动力、明胶、赖氨酸脱羧酶和硝酸盐还原试验均阳性，精氨酸双水解酶、鸟氨酸脱羧酶、枸橼酸盐和脲酶试验均阴性[1]
1.1.4分子生物学特征
嗜麦芽窄食单胞菌的基因组相当简单；它由一条大的dsDNA环状染色体组成，包含大约4,851,126个碱基对。此外，其基因组的G+C含量为66.7%[7]。嗜麦芽窄食单胞菌的MDR是染色体介导的，来源于一个由三部分组成的系统：两个RND（抗性、结瘤、细胞分裂）外排泵系统，产生一系列内膜结合蛋白，能够从细胞质中去除许多不同类型的底物;然后是跨越细胞包膜的三方外排泵，最后是一系列OMP（外膜蛋白）[8]。所有三个系统都倾向于在同一操纵子中编码[5]。然而，嗜麦芽窄食单胞菌抵抗高浓度各种有毒金属的能力被认为不是由于高浓度的MDR外排泵，而是通过化学微量分析发现氧阴离子还原和积累到其元素状态，因此需要一组完全不同的基因来激活[9]。某些嗜麦芽窄食单胞菌菌株也通过rebA-C基因簇的有毒产物被赋予了对土壤原生动物（即草履虫）的自我防御能力。此外，虽然嗜麦芽窄食单胞菌的基因组中不存在质粒，但人们认为它通过来自类似院内病原体的水平基因转移获得了多重耐药性，部分原因可能是同源重组。
1.2分布、传播与致病性
1.2.1分布与传播
该菌广泛存在于土壤、植物、人和动物的体表、消化道及医院环境中，随着广谱抗菌药物和免疫抑制剂的广泛应用以及介入性医疗操作的不断增多，该菌的分离率呈逐年上升趋势，而在医院环境和医务人员皮肤上的该菌分离率更高。其临床分离率仅次于铜绿假单胞菌和鲍曼不动杆菌，居非发酵菌第3位，是人类重要的机会致病菌和医院感染菌。该菌还对山羊、跨鱼、鲸鱼、猪等动物以及水稻等植物致病，因此，该菌是人、畜、水产动物和水稻等植物共同的病原菌[2]。
1.2.2致病性
嗜麦芽窄食单胞菌对各种抗生素具有许多有效的MDR机制，以及对以下有毒金属多种耐药机制：元素形式的镉（Cd）、铅（Pb）、钴（Co）、锌（Zn）、汞（Hg）和银（Ag）[5]。嗜麦芽窄食单胞菌的致病机制还不完全清楚，可能与其产生的弹性蛋白酶、脂酶、带多糖酶、透明质酸酶、DNA酶和溶血素等有关。感染后可引起肺炎、菌血症、败血症、心内膜炎、脑膜炎、腹膜炎、伤口感染、眼部感染、纵隔炎、牙周炎和骨髓、关节、泌尿道、消化道及软组织等感染，以下呼吸道感染最为常见，其死亡率高达43%以上。引起如此高的死亡率的主要原因首先是由于该菌具有多重耐药性，导致其对目前大多数的抗菌药物不敏感；其次是该菌对一些最初敏感的抗菌药物在治疗过程中很快产生耐药，从而导致治疗失败，引起死亡。该菌感染的大部分病人有发热、寒战、腹胀、乏力和淡漠等临床表现，同时伴有中性粒细胞数量的减少，病情危重并发症可出现休克、弥散性血管内凝血、多器官衰竭综合征等。人类嗜麦芽窄食单胞菌感染的易感因素有机体自身和医源性两类，自身因素包括年龄，老年人是高危易感者：基础性疾病，如肿瘤、慢性呼吸道疾病、糖尿病、尿毒症和艾滋病等。医源性因素包括抗菌药物用药史、介入性医疗操作（如各种插管、人工瓣膜和引流管等）、化疗、放射治疗和未严格执行消毒措施等。该菌对亚胶培南（泰能）天然耐药，临床治疗首选复方磺腹甲腮啤／甲氧苦呢[2]。
1.3检测方法
（1）快速检测方法：实时荧光环介导恒温扩增（Real Amp）快速检测方法和表面增强拉曼散射（SERS）振动光谱检测技术，SERS在10 min内可快速制备银溶胶SERS基底，结合便携式拉曼光谱仪，实现嗜麦芽窄食单胞菌的快速检测[9]。
（2）分离培养：将采集的标本接种于嗜麦芽窄食单胞菌专用培养基中进行增菌培养，然后挑取可疑菌落进行分离培养，得到纯化的菌落。革兰氏染色：对纯化的菌落进行革兰氏染色，观察其形态和染色特性。嗜麦芽窄食单胞菌为革兰氏阴性短杆菌，呈单个或成对排列。
（3）分子生物学方法：Whitby[10]等根据嗜麦芽窄食单胞菌的23S rRNA基因序列设计特异性引物，配置PCR反应体系后在PCR仪上进行扩增。反应程序为：95℃预变性5分钟；随后进行30个循环，每个循环包括95℃变性30秒、54℃退火30秒、72℃延伸90秒；最后72℃终延伸3分钟。该方法具有高度的种特异性，与其他假单胞菌、伯克霍尔德菌等无交叉反应，可稳定检出低至10 ng的基因组DNA，诊断特异性与灵敏度均表现良好，适用于临床样本与医院环境监测，该方法所用靶标及引物（探针）序列见表1。
表1 嗜麦芽窄食单胞菌PCR引物序列[10]
| 引物名称 | 序列 |
| 上游引物（SM1） | 5′-CAGCCTGCGAAAAGTA-3′ |
| 下游引物（SM4） | 5′-TTAAGCTTGCCACGAACAG-3′ |
1.4典型案例
1996年3月至5月，在新生儿重症监护病房发生一起与受污染自来水相关的嗜麦芽窄食单胞菌医院感染事件，共有5名早产儿检出该菌，其中4例为定植，1例死于败血症。环境调查显示，病房内多个出水口均受到嗜麦芽窄食单胞菌污染，且环境株与患儿分离株经RAPD-PCR分型一致，提示受污染的自来水为该次暴发的重要感染来源[11]。
某ICU于2018年8月发生嗜麦芽窄食单胞菌暴发，涉及7例相关病例，其中6例分离株经MLST分型一致，提示该菌可在ICU内传播，并与环境污染及护理过程中的交叉传播有关，且其中有患者死于该菌感染。这些案例表明，医院供水系统、潮湿环境以及医疗护理操作均可能成为嗜麦芽窄食单胞菌传播的重要环节[12]。
1.5防治对策
（1）强化水处理：对于供水系统，应加强水处理工艺，确保能够有效去除水中的嗜麦芽窄食单胞菌。可以采用多种方法，如过滤、消毒、沉淀等，以降低水中微生物的含量。
（2）监测水质：对于水源水，应定期进行水质监测，特别是嗜麦芽窄食单胞菌的检测。如果发现异常，应及时采取措施进行处置，防止其进入供水系统。
（3）避免水源污染：加强对水源地的保护，避免周边环境对水源造成污染。对于可能对水源造成污染的单位或个人，应加强监管，防止其排放污染物进入水源。
（4）提高公众的卫生意识：加强公众卫生宣传教育，提高公众对水污染和嗜麦芽窄食单胞菌感染的认知度。鼓励公众养成良好的生活习惯，如不饮用生水、勤洗手等，以降低感染风险。
（5）加强医疗机构的防控措施：医疗机构应加强防控措施，如对病房和手术室进行消毒、加强手卫生等，以降低患者感染的风险。同时，对于已经感染的患者，应及时采取有效治疗措施，防止病情恶化。
参考文献
[1] Looney WJ, Narita M, Mühlemann K. Stenotrophomonas maltophilia: an emerging opportunist human pathogen. The Lancet Infectious Diseases, 2009, 9(5): 312-323.
[2] Pages D, Rose J, Conrod S et al. Heavy metal tolerance in Stenotrophomonas maltophilia. PLoS ONE, 2008, 3(2): e1539.
[3] Brooke JS. Stenotrophomonas maltophilia: an emerging global opportunistic pathogen. Clinical Microbiology Reviews, 2012, 25(1): 2-41.
[4] Ryan RP, Monchy S, Cardinale M et al. The versatility and adaptation of bacteria from the genus Stenotrophomonas. Nature Reviews Microbiology, 2009, 7: 514-525.
[5] Adegoke AA, Stenström TA, Okoh AI. Stenotrophomonas maltophilia as an emerging ubiquitous pathogen: looking beyond contemporary antibiotic therapy. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 2276.
[6] Public Health Image Library (PHIL). https://wwwn.cdc.gov/phil/Details.aspx?pid=19020.
[7] Vattanaviboon P, Dulyayangkul P, Tipanyo P et al. Efflux pump systems as key contributors to multidrug resistance in Stenotrophomonas maltophilia: Physiological roles and gene regulation. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica, 2025, 72(2): 81-92.
[8] Crossman LC, Gould VC, Dow JM et al. The complete genome, comparative and functional analysis of Stenotrophomonas maltophilia reveals an organism heavily shielded by drug resistance determinants. Genome Biology, 2008, 9(4): R74.
[9] Ryan RP, Monchy S, Cardinale M et al. The versatility and adaptation of bacteria from the genus Stenotrophomonas. Nature Reviews Microbiology, 2009, 7: 514-525.
[10] Whitby PW, Carter KB, Burns JL et al. Identification and detection of Stenotrophomonas maltophilia by rRNA-directed PCR. Journal of Clinical Microbiology, 2000, 38: 4305-4309.
[11] Verweij PE, Meis JF, Christmann V et al. Nosocomial outbreak of colonization and infection with Stenotrophomonas maltophilia in preterm infants associated with contaminated tap water. Epidemiology and Infection, 1998, 120: 251-256.
[12] Cristina ML, Sartini M, Ottria G et al. Stenotrophomonas maltophilia outbreak in an ICU: investigation of possible routes of transmission and implementation of infection control measures. Pathogens, 2024, 13: 369.