炭疽杆菌（Bacillus anthracis）
物种名：炭疽杆菌
分类学地位： 细菌界Bacteria；芽孢杆菌门Bacillota；
芽孢杆菌纲Bacilli；显核细菌目Caryophanales；
芽孢杆菌科Bacillaceae；芽孢杆菌属Bacillus
炭疽杆菌（Bacillus anthracis）是一种革兰氏阳性、无鞭毛、不产生芽孢的杆状细菌，是炭疽病的病原体，该病是一种急性、致命的感染症，能够引发人畜共患急性传染病炭疽[1]。炭疽杆菌能够在土壤中以芽孢形式存活数十年，环境条件适宜时，芽孢能够萌发，导致动物和人的感染。
1.1生物学特性
1.1.1培养特征
炭疽杆菌需氧或兼性厌氧，在普通培养基中易繁殖，最适温度为37℃，最适pH值为7.2-7.4，在琼脂平板培养24 h，生成直径2-4 mm的粗糙菌落，菌落边缘不整齐，呈卷发状，在普通肉汤中培养18-24 h，管底有絮状沉淀生长。在富含蛋白质的培养基上，如血琼脂培养基上，可以形成大的、不规则边缘、灰白色的菌落，有时菌落中心稍微凹陷，呈“地雷”样外观[2]。
图1 炭疽杆菌在血平板上的菌落特征[3]
1.1.2形态学特征
炭疽杆菌在显微镜下观察，呈长杆状，长5-10 μm，宽1-3 μm，菌体粗大，两端平截或凹陷，排列似竹节状，无鞭毛，无动力（图2B）。在动物体内包括血液、组织等病料中，细菌以单个或短链形式存在，相连的菌体两端呈竹节状，此时菌体处于繁殖体状态[4]。炭疽芽孢杆菌在动物体内并不能产生芽孢，只有脱离畜体与外界空气接触，在氧气充足、温度与湿度适宜的环境中才能形成椭圆形芽孢，芽孢位于菌体中间，且小于菌体[4]。
图2 炭疽杆菌的形态特征
A：炭疽杆菌在低倍显微镜下的形态[5]，B：炭疽杆菌在高倍显微镜下的形态[6]
1.1.3生化特征
炭疽杆菌可以分解葡萄糖、果糖，但不产生气体。对于多种碳水化合物的代谢途径具有限制性，通常不能利用乳糖、蔗糖。它能够在无氧条件下生长，但在有氧条件下生长更为旺盛。炭疽杆菌不产生溶血素，对于青霉素和多种抗生素敏感，但由于其能形成耐药的芽孢，所以治疗上可能会出现困难[2]。
1.2分布、传播与致病性
1.2.1分布与传播
炭疽杆菌在全球广泛分布，尤其是在农业经济较为落后的国家和地区，动物炭疽较为常见。由于耐久性芽孢的存在，炭疽可以在土壤等环境中分布，特别是在曾经发生过炭疽疫情的地方。
炭疽杆菌主要通过其耐久性芽孢的形式传播。芽孢可以在土壤中存活多年，当动物如牛、羊、马等吃到含有芽孢的食物时，芽孢在宿主体内萌发，导致病发。人类感染多是由接触感染动物或其产品（如羊毛、皮毛、肉类）而感染，也可通过呼吸道吸入芽孢而感染[7]。此外，炭疽杆菌也是一个潜在的生物恐怖主义武器。
1.2.2致病性
炭疽杆菌的致病性主炭疽杆菌的毒力主要与荚膜和毒素有关，在入侵机体生长繁殖后，形成荚膜，从而增强细菌抗吞噬能力，使之易于扩散，引起感染乃至败血症。炭疽杆菌产生的毒素有水肿毒素、致死毒素两种，其毒性作用主要是直接损伤微血管的内皮细胞，增强微血管的通透性，改变血流循环动力学，损害肾脏功能，干扰糖代谢，血液呈高凝状态，易形成感染性休克和弥散性血管内凝血，最后导致机体死亡[8]。
要来自其毒力因子和能够形成的胶囊。毒力因子有三个主要组分：保护性抗原（PA）、致死因子（LF）和水肿因子（EF）[9]。这三种毒素组合形成炭疽毒素，能够抑制宿主的免疫反应并造成组织损伤。胶囊由聚-D-谷氨酸组成，使炭疽杆菌能够逃避宿主的免疫系统吞噬[10]。
人感染炭疽病的主要表现形式：
（1）皮肤炭疽：最常见的形式，通过接触炭疽芽孢污染的动物或动物产品引起，皮肤上出现小疹子，随后发展为溃疡，通常不致命，但需要及时治疗[11]。
（2）肺部炭疽：致命性最高的形式，通过吸入炭疽芽孢造成。初始症状类似感冒，但很快会发展为严重的呼吸困难和败血症[11]。
（3）消化道炭疽：通过食用受炭疽污染的肉类引起，症状包括严重的胃肠炎、恶心、呕吐和发热[11]。
（4）注射性炭疽：虽然罕见，但在注射毒品用户中有报道，原因是使用了受炭疽芽孢污染的药物[11]。
图3 炭疽病症状
A：腿部炭疽[12]，B：脸部炭疽[12]，C：植物炭疽[13]
1.3检测方法
（1）传统检测方法：传统炭疽杆菌检测方法以直接识别炭疽杆菌或其菌体组分为核心，主要包含三类：一是显微镜检查，经吉姆萨（Giemsa）或革兰染色后镜检，可观察到炭疽杆菌呈现典型的革兰氏阳性粗大杆菌形态[14]；二是分离培养，将血液、皮肤病变分泌物、呼吸道分泌物等临床样本接种于血琼脂等培养基，观察炭疽杆菌的典型菌落生长情况；三是生化试验，对培养所得菌株开展系列生化检测，依据生化反应特征确认菌株为炭疽杆菌。
（2）分子生物学方法：如PCR法，该方法使用特定的引物针对炭疽杆菌的DNA进行扩增，是一种非常敏感和特异的检测方法。首先从血液、皮损拭子、胸腔积液、脑脊液、组织或其他可疑标本中提取DNA；随后选取炭疽杆菌特异性靶基因设计或采用经验证的特异性引物，在PCR或实时荧光PCR平台上进行扩增；最后依据扩增曲线、阈值循环数或目标条带信号对结果进行判定。目前常用的特异性靶标主要包括毒力质粒pXO1上的pagA、lef、cya基因，以及荚膜质粒pXO2上的cap基因簇；此外，还可结合染色体特异性位点，如BA813等序列进行联合检测，以提高对炭疽杆菌的鉴别能力并减少与近缘芽孢杆菌混淆的风险。在实际应用中，多重PCR或实时荧光PCR常同时检测染色体和毒力质粒靶标，从而兼顾检测敏感性、特异性以及对毒力相关菌株的识别能力。需要指出的是，PCR虽然快速，但其结果仍应结合临床表现、流行病学资料及培养等结果综合判断，以避免因样本质量、抑制物存在或质粒缺失等因素导致误判[15]。
（3）免疫学方法：
免疫学及相关检测方法主要包括：血清学测试以酶联免疫吸附试验（ELISA）为代表，可检测血液中针对炭疽杆菌的特异性抗体或抗原；免疫层析技术通过快速检测卡识别炭疽杆菌特异性抗原，适用于现场快速诊断；分子生物学检测依托炭疽杆菌的遗传标记完成诊断；多态性DNA序列分析可解析炭疽杆菌的遗传多样性，为感染源追踪和传播途径溯源提供依据；全基因组测序虽非常规诊断工具，但在生物恐怖主义事件等特殊情况下，能够提供最为详尽的病原体信息；采用专用设备与试剂盒可实现炭疽杆菌现场快速检测，对疫情和生物恐怖袭击的快速应急处置至关重要[15]。
以上检测方法中，PCR和ELISA等属于快速、敏感和特异性强的方法，适合用于急性疫情的早期诊断。而传统的培养和显微镜检查虽然准确，但耗时较长，不适用于快速诊断。在处理疑似炭疽样本时，实验室安全非常重要，以避免实验室人员的感染。
1.4典型案例
1999-2007年间，赞比亚上赞比西洪泛平原共报告牛炭疽1216例、人炭疽1790例，病死率约为4.63%。研究发现，炭疽流行与洪泛平原的季节性水文变化密切相关：在洪水消退后的旱季，当地居民和牲畜重新进入洪泛区放牧、捕鱼和取水，炭疽病例明显增加；人间病例与家畜病例高度相关，提示受污染洪泛区既是动物暴露场所，也是人群后续感染的重要环境背景[16]。
另一个与河流生态系统密切相关的案例是2011年赞比亚Chama地区南卢安瓜河沿岸暴发。当地在短期内报告511例人炭疽病例和5例死亡，同时发现约85头河马死亡。调查显示，旱季河流水位下降、动物在河床和河岸集中活动，可能增加了野生动物接触环境芽孢的机会；随后居民在河岸附近处理、搬运和食用死亡河马肉，导致大量人感染病例出现。该事件提示，河流及其周边湿地不仅可作为野生动物炭疽暴发的生态背景，也可能通过动物尸体和受污染环境间接扩大对人群的暴露风险[17]。
加拿大萨斯喀彻温省2006年家畜炭疽暴发也显示了洪水过程在炭疽再现中的作用。该次疫情影响150余处农场、超过800头动物。后续分析认为，前期大范围洪涝和后续高温干燥条件可能促使深层芽孢上移并在低洼地带富集，增加放牧动物在受污染土壤和饮水点附近接触芽孢的概率。类似机制也见于瑞典一例非地方性牛群炭疽事件：研究者推测，前一年河流洪水后、次年枯水期暴露出的河滩土壤被收割进粗饲料中，成为牛群感染的重要环境来源[18]。
1.5防治对策
（1）加强水源保护：确保饮用水源的安全是首要任务。我们需要定期监测水源地，确保水质符合安全标准。同时，对于可能被污染的水源，应采取紧急措施，如暂停供水、进行消毒等。
（2）改善水处理工艺：现有的水处理工艺应进一步完善，以确保能够有效去除或杀死炭疽杆菌及其孢子。此外，还可以考虑采用新技术，如高级氧化、膜分离等，提高水处理的效率和安全性。
（3）加强监管和执法：对于可能产生炭疽杆菌污染的场所，如养殖场、实验室等，应加强监管，确保相关单位和个人遵守法律法规，防止炭疽杆菌的泄露和传播。对于违法行为，应依法严惩，以儆效尤。
（4）提高公众意识：通过宣传教育，提高公众对炭疽杆菌及其传播途径的认识，增强自我防护意识。例如，避免直接接触可能携带炭疽杆菌的动物或动物制品，不随意饮用未经处理的水等。
（5）建立应急响应机制：一旦发现炭疽杆菌污染事件，应迅速启动应急响应机制，包括启动应急预案、组织专业人员进行处理、及时向公众发布预警信息等，以确保能够及时、有效地应对炭疽杆菌污染事件。
（6）抗生素治疗：1）预防性使用：在炭疽病暴发后，可能暴露于炭疽杆菌的人群可以使用抗生素进行预防性治疗。2）治疗性使用：炭疽感染者应立即使用抗生素，如青霉素、多西环素或头孢菌素类药物进行治疗。
参考文献
[1] 雷蕾, 依颖新, 齐景文. 动物炭疽实验室诊断技术的研究进展. 黑龙江畜牧兽医, 2016: 75-76.
[2] Turnbull PCB. Anthrax in humans and animals. 4th ed. Geneva: World Health Organization, 2008.
[3] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/details_linked.aspx?pid=11748.
[4] Barkova IA, Novozhenina N et al. Characteristics of isogenic variants of Bacillus anthracis with various content of virulence plasmids. Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunobiology, 2015, 92: 17-22.
[5] Phoenix Network. https://news.ifeng.com/c/899xyEOtVvW.
[6] 360 Baike. https://baike.so.com/gallery/list?ghid=first&pic_idx=1&eid=5395950&sid=5633109.
[7] Dragon DC, Rennie RP. The ecology of anthrax spores: tough but not invincible. Canadian Veterinary Journal, 1995, 36: 295-301.
[8] 王秉翔, Smith KL 等. 中国的炭疽杆菌DNA分型及其地理分布. 微生物学免疫学进展, 2002, 30: 14-17.
[9] 张玲艳, 丽丽, 贾伟娟 等. 炭疽芽孢杆菌的研究进展. 黑龙江畜牧兽医, 2020: 43-47.
[10] Moayeri M, Leppla SH, Vrentas C et al. Anthrax pathogenesis. Annual Review of Microbiology, 2015, 69: 185-208.
[11] National Center for Biotechnology Information. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK310474/.
[12] Baidu Baike. https://baike.baidu.com/en/item/Bacillus%20anthracis/1423119.
[13] Baidu Baike. https://baike.baidu.com/item/%E8%BE%A3%E6%A4%92%E7%82%AD%E7%96%BD%E7%97%85/503636.
[14] Centers for Disease Control and Prevention. https://ndc.services.cdc.gov/case-definitions/anthrax-2018/.
[15] Zasada AA. Detection and identification of Bacillus anthracis: from conventional to molecular microbiology methods. Microorganisms, 2020, 8: 125.
[16] Munang’andu HM, Banda F, Siamudaala VM et al. The effect of seasonal variation on anthrax epidemiology in the upper Zambezi floodplain of western Zambia. Journal of Veterinary Science, 2012, 13: 293-298.
[17] Lehman MW, Craig AS, Malama C et al. Role of food insecurity in outbreak of Anthrax infections among humans and hippopotamuses living in a game reserve area, rural Zambia. Emerging Infectious Diseases, 2017, 23: 1471-1477.
[18] Lewerin SS, Elvander M, Westermark T et al. Anthrax outbreak in a Swedish beef cattle herd: 1st case in 27 years: case report. Acta Veterinaria Scandinavica, 2010, 52: 7.