脑膜炎奈瑟菌（Neisseria meningitidis）
物种名：脑膜炎奈瑟菌/脑膜炎球菌
拉丁学名：Neisseria meningitidis
分类学地位：细菌界Bacteria；假单胞菌门Pseudomonadota； β-变形菌纲Betaproteobacteria；奈瑟菌目Neisseriales；
奈瑟菌科Neisseriaceae；奈瑟菌属Neisseria
脑膜炎奈瑟菌（Neisseria meningitidis, N. meningitidis），通常称为脑膜炎球菌，为奈瑟菌属的重要致病性菌种，所有血清型菌株均对人类有致病性，可引起流行性脑脊髓膜炎（简称流脑），临床表现包括高热、头痛、呕吐、皮肤瘀点瘀斑及脑膜刺激征，严重时可引发感染性休克、弥散性血管内凝血，病死率较高[1]。其中，A群、B群、C群、W群、Y群是引发全球流脑流行的主要血清型，尤其是A群曾在我国多次引发大规模流行，B群近年来在发达国家及我国部分地区发病率呈上升趋势，已成为公共卫生领域重点防控的病原微生物[2]
1.1生物学特性
1.1.1培养特征
脑膜炎奈瑟菌为专性需氧菌，对营养要求较高，需在含有血液、血清或卵黄的培养基（如巧克力琼脂）上才能生长，最适生长温度为35-37℃，最适pH值为7.4-7.6，在低于30℃或高于40℃环境下均不能生长[3]。该菌对环境抵抗力较弱，在体外干燥环境中数小时即可死亡，对寒冷、热及常用消毒剂均敏感。在巧克力琼脂平板上，经18-24小时培养后，形成的菌落呈圆形、光滑型、凸起状，表面湿润有光泽，颜色为无色或浅灰白色，边缘整齐，菌落直径通常为1-2 mm，无黏液型菌落（图1A）。在血琼脂平板上，多数菌株不产生溶血环，少数菌株可出现微弱的α-溶血（图1B）[4]。在选择性培养基（如改良Thayer-Martin培养基，含万古霉素、多粘菌素B等抗生素）上，可抑制杂菌生长，仅脑膜炎奈瑟菌能形成典型菌落，便于从含杂菌的临床标本（如咽拭子、脑脊液）中分离纯化该菌[5]。
图1 脑膜炎奈瑟菌在各种平板上的培养结果
A：巧克力琼脂平板[6]，B：血平板[7]
1.1.2形态学特征
脑膜炎奈瑟菌为革兰氏阴性菌，染色后呈红色，专性需氧，大小为（0.6-0.8） μm ×（0.8-1.2） μm，其形态多为肾形或豆形的双球菌，两菌接触面平坦或略向内凹陷，形似“咖啡豆”状[8]。多成双排列，偶尔可见4个菌体相连的短链状排列，无长链形成。该菌无鞭毛，故无运动能力，不能通过动力试验鉴别。所有致病菌株表面均有菌毛，可帮助菌体黏附于宿主鼻咽部黏膜上皮细胞表面，利于定殖；多数菌株（尤其是有致病性的流行菌株）具有荚膜，荚膜多糖是其重要的毒力因子，能抵抗宿主吞噬细胞的吞噬作用，不形成芽孢[9]。
图2 脑膜炎奈瑟菌显微照片
A：革兰氏染色照片[10]，B：扫描电镜照片[11]
C：透射电镜照片[11]，D：三维成像[12]
1.1.3生化特征
脑膜炎奈瑟菌能分解葡萄糖、麦芽糖，分解过程中仅产酸不产气；不分解乳糖、蔗糖、果糖、甘露醇、木糖及阿拉伯糖，不产生靛基质。不分解糊精、淀粉、肌醇和尿素，不产生硫化氢，不液化明胶，V-P试验阴性、M.R试验阴性。该菌能产生氧化酶和触酶，氧化酶试验阳性是鉴别奈瑟菌属细菌的重要生化指标之一[5]。胆盐、煌绿对脑膜炎奈瑟菌有明显抑制作用，高浓度时可完全阻止其生长。对青霉素G、头孢曲松、氯霉素、左氧氟沙星等抗菌药物敏感（图3），但近年来因抗菌药物不合理使用，部分菌株出现耐药现象，其耐药性主要通过染色体基因突变或携带耐药基因的质粒转移获得，其中青霉素中介菌株和头孢曲松耐药菌株的出现已引起临床关注[13]。
图3 脑膜炎奈瑟菌药敏检测结果（巧克力琼脂扩散法）[14]
1.1.4分子生物学特征
脑膜炎奈瑟菌具有一条环状染色体，部分菌株携带1-2个小型环状质粒，可传递耐药基因（如penA795基因）增强耐药性。其单条染色体大小约2.2-2.3 Mb，GC含量约51.72%，不同血清型菌株基因组有少量变异。全基因组注释显示约含2200个潜在编码序列，已明确功能的蛋白质约1866个，其余为未知假设蛋白。染色体中约65%为单基因编码区域，12%为非编码调控区域，含4组rRNA操纵子及59个tRNA基因。已测序菌株中约15%-20%的ORF功能未明，可能与血清型分化、耐药性进化相关[15]。
1.2分布、传播与致病性
1.2.1分布与传播
脑膜炎奈瑟菌虽无自然动物宿主，主要定植于人类鼻咽部黏膜，但在水环境中可短暂存活并构成传播隐患。该菌对干燥环境敏感，存活不足2小时，却能在潮湿水体（如未彻底消毒的饮用水、泳池水、喷泉等）中存活数天至数周，尤其在25-30℃的温暖水体中更易维持活性[1]。环境中的菌株主要来源于患者或带菌者的鼻咽分泌物污染，如含菌飞沫落入水体、带菌者接触水体后造成污染等，其中未规范消毒的二次供水是常见的污染载体[2]。其传播以呼吸道飞沫为主，但在特定场景下，接触受污染水体后若病原体通过黏膜侵入，也可能引发感染风险，尤其在雨季或潮湿季节，水体易积聚污染物，感染概率显著上升[13]。该菌感染冬春季为流行高峰，人员密集且涉水场景多的场所（如学校泳池、社区水乐园）易出现聚集性风险，患病人群以5岁以下儿童、青少年及免疫力低下者为主[16]。
1.2.2致病性
致病性脑膜炎奈瑟菌是引起流行性脑脊髓膜炎（流脑）的唯一病原体，感染后多数为无症状携带或上呼吸道感染，少数患者病菌侵入血液引发败血症，表现为高热、皮肤瘀点瘀斑，严重时进展为感染性休克；若突破血脑屏障侵入脑膜，可引发化脓性脑膜炎，出现剧烈头痛、呕吐、颈项强直等症状，病死率达10%-15%，存活者可能留有听力障碍、智力损伤等后遗症[1]。
脑膜炎奈瑟菌的抗原结构主要包括荚膜多糖抗原（C抗原）、脂多糖抗原（LPS，O抗原）和外膜蛋白抗原（PorA、PorB等），其中荚膜多糖抗原是血清分型的核心依据，已发现A、B、C、W、Y等9个血清群，A、B、C、W、Y群是全球流行的主要血清群[2]。
脑膜炎奈瑟菌致病的先决条件是具备黏附与侵袭系统，表面菌毛（PilE）可黏附于鼻咽部上皮细胞，外膜蛋白促进定植，荚膜多糖抑制吞噬细胞作用。其致病能力由多种因子共同决定，包括荚膜多糖、脂多糖（内毒素）、外膜蛋白、IgA1蛋白酶及毒力岛等，其中脂多糖可引发过度炎症反应导致休克，毒力岛携带的IgA1蛋白酶基因能降解宿主黏膜抗体，破坏免疫防御[9]。根据致病过程及临床表现，可分为无症状携带状态、上呼吸道感染型、败血症型、脑膜脑炎型四类，具体见表1[1]。
表1 致病性脑膜炎奈瑟菌分类及相应疾病[1]
| 脑膜炎奈瑟菌致病类型 | 疾病 |
| 脑膜炎奈瑟菌（INm） | |
| 1.A群脑膜炎奈瑟菌（NmA） | 流行性脑脊髓膜炎、败血症 |
| 2.B群脑膜炎奈瑟菌（NmB） | 流行性脑脊髓膜炎、脑膜炎 |
| 3.C群脑膜炎奈瑟菌（NmC） | 流行性脑脊髓膜炎、败血症 |
| 4.W群脑膜炎奈瑟菌（NmW） | 流行性脑脊髓膜炎、肺炎 |
| 5.Y群脑膜炎奈瑟菌（NmY） | 肺炎、脑膜炎 |
| 6.X群脑膜炎奈瑟菌（NmX） | 流行性脑脊髓膜炎、败血症 |
| 非侵袭性脑膜炎奈瑟菌（NNm） | |
| 1.鼻咽部定植型 | 无任何临床症状 |
| 2.黏膜感染型 | 急性咽炎、急性扁桃体炎 |
1.3检测方法
（1）传统方法：通常检测脑膜炎奈瑟菌可根据涂片镜检法、分离培养与生化鉴定法、PCR检测法和免疫学检测法。其中涂片镜检法取脑脊液等标本染色，可快速发现革兰阴性双球菌；PCR技术针对ctrA、porA等特异性基因，有常规PCR、实时荧光PCR等类型，灵敏度高[5]；免疫学检测方法主要有乳胶凝集试验、酶联免疫吸附试验、荧光抗体染色等，其中快速抗原检测卡15分钟可出结果，适合基层初筛[8]。
（2）新型检测法：环介导等温扩增反应（LAMP）法、微流控芯片、生物传感器技术等。其中LAMP法无需温度循环设备，恒温即可扩增，能快速检测特异性基因，在现场应急检测中应用潜力大[6]。
（3）分子生物学方法（实时荧光定量PCR）
实时荧光定量PCR（qPCR）是目前检测灵敏度最高、耗时最短的“金标准”，特别适用于早期感染或已使用抗生素导致培养阴性的标本检测。国际公共卫生机构（如美国CDC）通常将脑膜炎奈瑟菌高度保守的荚膜转运蛋白基因（ctrA基因）作为特异性检测靶点[17]。
定量PCR方法描述：采用TaqMan探针法或SYBR Green染料法。提取脑脊液或血液标本中的细菌DNA后进行扩增，能在2小时内判定结果，并通过Ct值量化细菌载量。针对ctrA基因的标准引物及探针序列如下：
正向引物（Forward Primer）：5′-GCTGCGGTAGGTGGTTCAA-3′
反向引物（Reverse Primer）：5′-TTGTCGCGGATTTGCAACTA-3′
特异性探针：5′-FAM-TGTCACGCTCGGACGTGGACG-TAMRA-3′
图4 SYTO 9/碘化丙啶染色法检测脑膜炎奈瑟菌[18]
1.4典型案例
2019年7月，印度西孟加拉邦某村庄发生聚集性流脑病例：当地持续暴雨导致村内饮用水井被洪水淹没，井水与含带菌者鼻咽分泌物的地表污水混合。事件造成18人发病，其中3名儿童死亡，患者均有饮用未经消毒井水的经历。实验室检测显示，污染井水及患者脑脊液中均检出C群脑膜炎奈瑟菌，确认水环境为病菌传播的关键载体[1]。
2023年，某团队对珠三角流域32个监测点及2座城市废水处理厂开展专项调查：在雨季初期的5个河流监测点水样中检出脑膜炎奈瑟菌，丰度为1.2×102-3.5×103 CFU/L，主要集中在生活污水排放口下游；废水处理厂进水口检出率达62.5%，而出水口未检出。研究表明，该菌在含有机物的潮湿水体中可存活5-7天，水体检出情况与沿岸人口密度及卫生设施完善度呈显著相关，可作为水体微生物污染的潜在指示菌[2]。
1.5防治对策
防控脑膜炎奈瑟菌传播，关键是做好水环境源头管控，加强饮用水安全保障，卫生部门需定期监测集中式供水及二次供水水质，暴雨等灾害后需紧急检测水源水是否受污染[16]。分散式给水应远离污水排放口，饮用水必须经煮沸或含氯消毒处理后方可饮用；对泳池、景观池等水体，需保证消毒剂量充足，定期检测水质余氯及微生物指标。切断传播途径，加强雨季环境卫生治理，及时清理地表积水，避免污水渗入水源；医疗机构需规范处理患者鼻咽分泌物及诊疗废水，防止病菌通过水体扩散[13]。对感染者采取隔离治疗措施，使用敏感抗生素（如头孢曲松）快速清除体内病菌，对密切接触者开展预防性服药，降低带菌传播风险[1]。
参考文献
[1] World Health Organization. https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/meningococcal-disease.
[2] Ryan KJ, Ray CG. Sherris Medical Microbiology. 6th ed. McGraw-Hill Education, 2017.
[3] Tille PM. Bailey and Scott’s Diagnostic Microbiology. 14th ed. Elsevier, 2017.
[4] Janda JM, Abbott SL. The genus Neisseria: human pathogens and commensals. Clinical Microbiology Reviews, 2007, 20: 133-166.
[5] 国家卫生健康委员会. 流行性脑脊髓膜炎诊断(WS 295-2019). 2019.
[6] Nzelu CO, Gomez-Perez LJ, Blanco MA et al. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for rapid detection of Neisseria meningitidis. Journal of Clinical Microbiology, 2016, 54: 657-663.
[7] Microbiology in Pictures. https://www.microbiologyinpictures.com/bacteria%20photos/neisseria%20meningitidis%20photos/NEME1.html.
[8] Snyder JW, Munson E, Nolte FS. Manual of Clinical Microbiology. 12th ed. ASM Press, 2019.
[9] Stephens DS, Greenwood B, Brandtzaeg P. Epidemic meningitis, meningococcaemia, and Neisseria meningitidis. The Lancet, 2007, 369: 2196-2210.
[10] Wikipedia. https://en.wikipedia.org/wiki/Neisseria_meningitidis.
[11] Peters S, Kaiser L, Fink J et al. Click-correlative light and electron microscopy (click-AT-CLEM) for imaging and tracking azido-functionalized sphingolipids in bacteria. Scientific Reports, 2021, 11: 4300.
[12] Alamy. https://www.alamy.com/3d-rendering-of-neisseria-meningitidis-also-known-as-meningococcus-is-a-bacterium-that-causes-meningococcal-disease-image601650346.html.
[13] 曾光. 现代流行病学. 北京: 人民卫生出版社, 2019.
[14] Weightman NC. False penicillin resistance in Neisseria meningitidis following direct susceptibility tests from blood cultures. Journal of Clinical Pathology, 2001, 54: 893-895.
[15] Kaper JB, Nataro JP, Mobley HL. Understanding pathogenic Escherichia coli. Nature Reviews Microbiology, 2004, 2: 123-140.
[16] 李兰娟, 任红. 传染病学. 9版. 北京: 人民卫生出版社, 2018.
[17] Mothershed EA, Sacchi CT, Whitney AM et al. Use of real-time PCR to resolve slide agglutination discrepancies in serogroup identification of Neisseria meningitidis. Journal of Clinical Microbiology, 2004, 42: 320-328.
[18] Kanojiya P, Haldar T, Saroj SD. Environmental desiccation stress induces viable but non culturable state in Neisseria meningitidis. Archives of Microbiology, 2025, 207: 46.