1.轮状病毒（Rotavirus）
物种名：轮状病毒
拉丁学名：Rotavirus
分类学地位：病毒界Viruses；双链核糖核酸病毒门Duplornaviricota；
呼肠孤病毒纲Resentoviricetes；呼肠病毒目Reovirales；
呼肠病毒科Sedoreoviridae；轮状病毒属Rotaviras
轮状病毒（Rotavirus）是引起婴幼儿腹泻的主要病原体，由澳大利亚学者毕夏普（R. F. Bishop）于1973年在急性非细菌性胃肠炎儿童十二指肠上皮细胞中首次发现。据统计，全世界因急性胃肠炎而住院的儿童中，有40-50%为轮状病毒所引起。
1.1生物学特性
1.1.1培养特征
轮状病毒在一般组织培养中不适应，需选用特殊的细胞株培养（如恒河猴胚肾细胞MA104株和非洲绿猴肾传代细胞CV-1株）。培养前应先用胰酶处理病毒，以降解病毒多肽VP3，该多肽能限制病毒在细胞中的增殖，在培养时细胞维持液中也应含有一定浓度的胰蛋白酶[1]。
1.1.2形态学特征
轮状病毒颗粒呈圆球形，直径60-80 nm，有双层衣壳，每层衣壳呈二十面体对称。内衣壳的壳微粒沿着病毒体边缘呈放射状排列，形同车轮辐条。具有双层衣壳的病毒体有传染性。病毒体的核心为双股RNA，由11个不连续的节段组成[1]。
图1 轮状病毒病毒在扫描电镜下照片
A：透射电子显微镜（×455882）[2]，B：三维成像[3]
1.1.3生化特征
轮状病毒对理化因子的作用有较强的抵抗力。病毒经乙醚、氯仿、反复冻融、超声、37℃加热1小时或室温25℃放置24小时等处理，仍具有感染性；并且该病毒耐酸、碱、在pH 3.5-10.0之间都具有感染性。95%的乙醇是最有效的病毒灭活剂，或者56℃加热30分钟也可灭活病毒[1]。
1.1.4分子生物学特征
轮状病毒的基因组是分段的，由11段线性双链RNA组成。完整的基因组长16500-21000个核苷酸。基因组的5’末端具有甲基化核苷酸帽，且序列存在保守区。帽子序列类型为m7G5ppp5’GmpNp。3’末端有保守的核苷酸序列，每个序列都有保守区域。多位点基因组被分成不同的颗粒，每个片段单独封装。每个病毒粒子包含一个基因组拷贝，通常是全长拷贝[4]。
1.2分布、传播与致病性
1.2.1分布与传播
轮状病毒无处不在，常存在于水源、土壤和食物等环境中。在未接种疫苗的人群中，全球几乎所有3-5岁的儿童都会感染轮状病毒。病人和无症状感染者是其传染源，主要传播途径为粪-口途径，呼吸道途径亦可传播。我国温带地区轮状病毒感染好发于晚秋及初冬季节，因此又常被称为“秋季腹泻”。
1.2.2致病性
国际病毒分类委员会（ICTV）已确认轮状病毒存在10个物种，分别命名为A、B、C、D、E、F、G、H、I和J群。此外，轮状病毒毒株采用基于VP4和VP7蛋白的二元分类系统：VP4蛋白决定该病毒的P（蛋白酶敏感型）血清型/基因型，而VP7蛋白负责G（糖蛋白型）血清型/基因型[5]。
A组轮状病毒最容易感染人类，临床上病毒感染潜伏期为24-48小时，症状除腹泻产生水样便外，还常伴随着发热、呕吐与腹痛。成人感染一般具有自限性，预后良好。然而当婴幼儿感染出现严重脱水和电解质紊乱时如不加以及时治疗，可导致死亡。
轮状病毒侵入人体后，侵犯小肠细胞的绒毛，潜伏期2-4天，并在小肠黏膜绒毛细胞内增殖，造成细胞溶解死亡，受损细胞可脱落至肠腔而释放大量病毒，并随粪便排出。病毒增殖影响了细胞的搬运功能，妨碍钠和葡萄糖的吸收。严重时可导致脱水和电解质平衡紊乱，如不及时治疗，可能危及生命。此外，病毒基因产物NSP4蛋白具有肠毒素样作用，使得肠细胞分泌功能增强，造成严重腹泻。机体感染轮状病毒后，可产生特异性IgG、IgM和肠道局部sIgA，对同型病毒感染具有免疫保护作用。而对于不同型的轮状病毒，机体仍可被再次感染并发病[6]。
轮状病毒通过以下机制影响肠道细胞的物质转运功能：病毒非结构蛋白4（NSP4）从受感染的肠上皮细胞中释放，进而刺激肠嗜铬细胞分泌5-羟色胺（5-HT）——这是一种可调节胃肠蠕动并诱导恶心呕吐的神经递质。5-HT的释放会诱发腹泻，其机制为：5-HT可激活构成肠肌丛的内在初级传入神经表面的5-HT₃受体；肠肌丛神经激活后会加快肠蠕动，同时激活构成粘膜下丛的神经，进而刺激隐窝细胞邻近的神经末梢释放血管活性肠肽（VIP）。这些连锁反应最终通过升高细胞内环腺苷酸（cAMP）水平引发腹泻，促使NaCl和水分分泌至肠腔（图2）[7]。
图2 轮状病毒引起腹泻和呕吐的机理示意图[7]
1.3检测方法
（1）传统方法：由于轮状病毒形态典型，因此可在患者腹泻期间收集粪便，通过透射电子显微镜（TEM）和原子力显微镜技术可直接观察到粪便中病毒颗粒的存在[5]。
（2）分子生物学方法：杨万等[8]建立免疫磁珠分离联合逆转录-实时定量PCR（IMS-RT-实时定量PCR）检测水中轮状病毒的方法，先制备PAb-ProA免疫磁珠优化分离条件，经热裂解提取病毒RNA、逆转录合成cDNA后行实时定量PCR。1 mL水样加10 μL免疫磁珠、2.5 μL Tween20孵育2 h分离效果最佳，该方法全程约5 h，检测限达1×104 copies/mL，可与常用病毒浓集方法整合，适配污水、再生水、地表水等多种水样，检测结果与细胞病变试验线性相关性良好（R2=0.9816）。
| 名称 | 序列 |
| 上游引物(SA-11-Sense) | 5′-CCTCACTTATACACTTTCCC-3′ |
| 下游引物（SA11-Antisense） | 5′-TTCGCTTCGTCAGTTTGCT-3′ |
（3）免疫学方法：免疫学方法因简单、快速、特异性高等特点，检测病毒抗原目前被广泛应用。目前最常用的是免疫荧光法，对水样经滤膜过滤、洗脱等浓缩处理，去除杂质并富集病毒；随后加入轮状病毒特异性抗体，与病毒抗原特异性结合；再加入荧光标记二抗孵育，最后通过荧光显微镜观察，可发现轮状病毒发出绿色荧光，而细胞则被染成蓝色（图3）[5]。
图3 免疫荧光法检测轮状病毒[9]
1.4典型案例
El-Senousy等人比较轮状病毒A组和C组在埃及儿童和水生环境中的流行情况。在临床标本中有31.8%的标本检测到轮状病毒A组，而13.6%的标本检测到轮状病毒C组。此外，在污水处理厂中有16.7%的原始污水样本中检测到轮状病毒A组，在8.3%的原始污水样本中检测到轮状病毒C组。在尼罗河水样中，有29.2%的样本检出A组轮状病毒，12.5%的相同样本检出C组轮状病毒,结果系统量化了埃及儿童及水生环境中A、C组轮状病毒的流行特征[10]。
2007至2018年间，泰国一项环境监测揭示：轮状病毒在各类水体中广泛存在。其中，污水污泥的病毒检出率高达50%，再生水也达到30.2%。即便是处理后的自来水，也有极少量样本（0.54%）检测出病毒。这些病毒类型与感染人类的毒株基因高度相似，并在冬春季节更活跃[11]。
1.5防治对策
重视饮用水卫生，并注意防止医源性传播，医院内应严格做好婴儿病区及产房的婴儿室消毒工作。目前尚无特异有效治疗药物，主要是补液，维持机体电解质平衡[7]。婴幼儿及儿童可通过口服轮状病毒减毒活疫苗达到预防轮状病毒感染的目的。
参考文献
[1] 卢芳国, 陈伶利. 微生物与人类健康. 北京: 中国中医药出版社, 2022.
[2] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=15194.
[3] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=21351.
[4] Patton JT, Silvestri LS, Tortorici MA et al. Rotavirus genome replication and morphogenesis: role of the viroplasm. Current Topics in Microbiology and Immunology, 2006, 309: 169-187.
[5] Atabakhsh P, Kargar M, Doosti A. Detection and evaluation of rotavirus surveillance methods as viral indicator in the aquatic environments. Brazilian Journal of Microbiology, 2021, 52: 811-820.
[6] 吴剑, 段晨阳, 刘梦颖 等. 轮状病毒致腹泻机制的研究进展. 现代生物医学进展, 2013, 13: 2389-2392.
[7] Crawford SE, Ramani S, Tate JE et al. Rotavirus infection. Nature Reviews Disease Primers, 2017, 3: 1-16.
[8] 杨万, 何苗, 李丹 等. 免疫磁珠分离与实时定量PCR技术联合检测水中轮状病毒的研究. 环境科学, 2009, 30: 1368-1375.
[9] Public Health Image Library (PHIL). https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=18165.
[10] El-Senousy WM, Ragab AMES, Handak EMAEH. Prevalence of Rotaviruses groups A and C in Egyptian children and aquatic environment. Food and Environmental Virology, 2015, 7: 132-141.
[11] Kittigul L, Pombubpa K. Rotavirus Surveillance in Tap Water, Recycled Water, and Sewage Sludge in Thailand: A Longitudinal Study, 2007-2018. Food and Environmental Virology, 2021, 13: 53-63.